Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота. Антитела к неструктурным белкам вируса ящура


Ведомства поссорились из-за ящура

Россельхознадзор обвиняет региональное агентство ветеринарии в непрофессионализме и сокрытии информации о том, что в крови животных на территории Ульяновской области обнаружили антигены к вирусу ящура. Опасное заболевание, считают в федеральном ведомстве, либо в регионе уже было, либо его скрывают, втихаря вакцинируя животных.

В октябре управление Россельхознадзора по Чувашии и Ульяновской области сообщило, что в пробах крови животных, содержащихся на территории нашего региона, обнаружили неструктурные белки к вирусу ящура — вслед за новостью о регистрации болезни в Башкортостане. Пробы были взяты в селе Старый Атлаш Старокулаткинского района у животных индивидуального предпринимателя. Такие показатели свидетельствуют о том, что животные либо переболели ящуром, либо нелегально были привиты некачественной вакциной.

Областное агентство ветеринарии отреагировало моментально и резко. На официальном сайте появилось опровержение этой новости, в котором сообщалось, что антитела к неструктурным белкам вируса ящура якобы не были обнаружены.

Одновременно директор агентства ветеринарии Нина Пелевина выступила в СМИ с обвинениями в адрес Россельхознадзора в том смысле, что федеральная структура «не имела оснований для порочащих репутацию региона заявлений».

Пелевина рассказала СМИ, что сотрудники Россельхознадзора якобы допустили «непростительную ошибку», отбирая пробы с нарушением правил отбора и не разделяя их по регионам и хозяйствам. Теперь, утверждала она, Россельхознадзор хочет свалить на ветеринарную службу Ульяновской области всю вину, хотя выявленные пробы могли быть взяты и в Чувашии.

Директор агентства заявила, что в исследуемом в Старом Атлаше хозяйстве — всего 35 коров, а не 47, как заявлял Россельхознадзор. Более того, по ее словам, опрос сотни людей показал, что работники федеральной структуры вообще не брали пробы в указанном хозяйстве. Нарушения она увидела и в акте отбора проб.

«И после этой недопустимой путаницы сотрудников Россельхознадзора кто-то пытается обвинить ветеринарную службу в том, что она скрывает ящур! Да попробуй его скрой!» — цитируют Пелевину СМИ.

Она уверяет, что сейчас в хозяйстве, где якобы брали пробы в мае, «абсолютно здоровые, ухоженные, крепкие животные».

Кроме того, Пелевина пригрозила привлечь Россельхознадзор «за необоснованные обвинения», чтобы отстоять «престиж не только ветеринарной службы, но и всего региона». Агентство ветеринарии настояло на повторном отборе проб.

Тем не менее пока последнее слово осталось за Россельхознадзором, который официально ответил на обвинения со стороны Пелевиной. В сообщении ведомства говорится, что заявления руководства агентства ветеринарии Ульяновской области о якобы нарушении правил отбора проб «необоснованны и не выдерживают критики».

— Пробы крови восприимчивого к ящуру скота отбирались в хозяйствах Старокулаткинского, Николаевского, Кузоватовского и Сурского районов Ульяновской области с соблюдением всех законодательных норм. Все пробы были пронумерованы и упакованы отдельно по. каждому хозяйству, а сотрудники Россельхознадзора, задействованные в мероприятии, регулярно проходили переобучение и аттестацию, — утверждают в федеральном ведомстве.

Подчеркивается, что именно в хозяйстве в селе Старый Атлаш Старокулаткинского района были обнаружены антитела к неструктурным белкам вируса ящура. Именно поэтому Россельхознадзор считает, что факт заболевания животных могли просто скрыть. Кроме того, это может указывать и на незаконную вакцинацию или несанкционированный ввоз в регион вакцинированных животных.

Россельхознадзор также отметил, что повторный отбор проб инициировало именно федеральное ведомство, а агентство ветеринарии Ульяновской области «всячески препятствовало этому под различными предлогами».

— Пробы все же были отобраны после письменного обращения Россельхознадзора в прокуратуру, — утверждают в ведомстве.

Раскритиковали Пелевину и за заявление о том, что коров всего 35, а не 47. Советник руководителя Россельхознадзора Никита Лебедев заявил, что в регионах нет четкой и узаконенной системы идентификации животных, нет действенной электронной системы.

— Это впоследствии выливается в незнание представителями ветеринарных служб информации о реальном поголовье животных, находящемся на подконтрольной им территории, что подтверждается заявлением Нины Пелевиной о якобы неизвестно откуда взятых сотрудниками Россельхознадзора еще 12 пробах, — заявил Лебедев.

Кроме того, Россельхознадзор указывает на то, что в начале 2017 года агентство ветеринарии Ульяновской области решило не заключать с федеральным ведомством соглашение о содействии в проведении федерального эпизоотического мониторинга. Именно это, считают в Россельхознадзоре, могло стать косвенной причиной регистрации на территории области антител к вирусу ящура.

В итоге федеральное ведомство тоже обратилось в правоохранительные органы с просьбой провести поверку.

Очевидно, что такой серьезный спор двух ведомств не должен пройти бесследно, а должен закончиться либо подтверждением ящура в Ульяновской области, либо опровержением информации Россельхознадзора.

Ян ГУРОВ

ulpressa.ru

Диссертация на тему «Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота» автореферат по специальности ВАК 03.00.06 - Вирусология

1. Аминев, А.Г. Выделение и очистка экспрессированных в E.coli ЗС и 3D белков вируса ящура / А.Г. Аминев, Т.А. Сатина, Г.М. Фалина // Вирусн. болезни с.-х. животных: тез. докл. Всерос. науч.-практ. конф. — Владимир, 1995. С. 5.

2. Вакцинопрофилактика ящура в Российской Федерации / Т.З. Байбиков,

3. B.М. Захаров, Н.А. Пронина и др. // Вирусн. болезни с.-х. животных: тез. докл. Всерос. науч.-практ. конф. Владимир, 1995. - С. 160.

4. Гааль, Э. Электрофорез в разделении биологических молекул / Э. Гааль, Г. Медьеши, Л. Верецкеи. М.: Мир, 1982.

5. Дудников, А.И. Биотехнология противоящурных вакцин / А.И. Дудников // Животноводство России. 2004. - №9. — С. 42-44.

6. Захаров, В.М. Ящур: новые концепции борьбы и профилактики / В.М. Захаров // Актуальные проблемы инфекционной патологии животных: матер. Междунар. науч. конф. ФГУ ВНИИЗЖ. Владимир, 2003. - С. 11-14.

7. Изучение возможности использования синтетических пептидов для выявления антител к VIA-антигену вируса ящура / А.А. Луговской,

8. C.С. Рыбаков, Ж.А. Шажко и др. // К новой стратегии борьбы с ящуром: матер. Междунар. науч. конф. ВНИЯИ. Владимир, 1991. - С. 165-166.

9. Использование аэросила А-300 и фильтров GF/F (GF/C) для очистки фрагментов ДНК, ДНК-плазмид и РНК / О.Г. Грибанов, А.В. Щербаков, Н.А. Перевозчикова и др. // Биохимия. 1996. - Т.21, вып. 6.-С. 1064-1070.

10. Использование синтезированных в E.coli гибридных белков протеазы Зс и РНК-полимеразы вируса ящура для диагностики / А.Г. Аминев, С.П. Аминева, Н.С. Мудрак и др. // Молекулярная биология. 1997. -Т.31, №3. - С.568-572.

11. Использование VIA-антигена из культурального вируса ящура в ИФМ / Е.К. Дудникова, В.В. Дрыгин, JI.A. Дудников, Ж.А. Шажко // Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: матер, науч. конф. ВНИИВВиМ. -Покров, 1992.-4.1.-С. 186-187.

12. К вопросу о персистировании вируса ящура в организме животных / Д.Г. Мусиев, М.М. Ахмедов, Т.Б. Саркисова, Н.М. Салихова // Вестн. ветеринарии. 1996. - №2. - С.34-36.

13. Маниатис, Т. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Д. Д. Сэмбрук М.: Мир, 1984.

14. Медик, В.А. Статистика в медицине и биологии / В.А. Медик, М.С. Токмачев, Б.Б. Фишман- М.: Медицина, 2000.

15. Молекулярная эпизоотология ящура в России и странах СНГ / А.В. Щербаков, В.Г. Андреев, В.В. Дрыгин, А.А. Гусев // Аграрная Россия. -2002.-№2. -С. 8-11.

16. Поляков, И.О. Практическое пособие по медицинской статистике / И.О. Поляков JL: Медицина, 1975.

17. Практическая химия белка / под ред. А. Дарбре. -М.: Мир, 1989.

18. Теория и практика иммуноферментного анализа / A.M. Егоров, А.П. Осипов, Д.Д. Дзантиева и др. -М.: Высшая школа, 1991.

19. Фомина, Т.А. Лабораторная диагностика ящура и других болезней, протекающих с везикулярным синдромом. Обзор литературы / Т.А. Фомина, Е.В. Гусева. Владимир, 1995.

20. Ханаан, Д. Методы трансформации. Клонирование ДНК / под ред. Д. Гловера М.: Мир, 1988.- С.140- 173.

21. Холодилов, Н.Г. Выделение плазмидной ДНК методом щелочного лизиса. Методы молекулярной генетики и генной инженерии / под ред А.В. Мазина, К.Д. Кузнеделова, А.С. Краева и др. Новосибирск: Наука, 1990.

22. A pathogenesis study of foot-and-mouth disease in cattle, using in situ hybridization / C.C. Brown, R.F. Meyer, H.J. Olander et al. // Can. J. Vet. Res. 1992. - V.56. - P. 189-193.

23. A solid-based competition ELISA for measuring antibody to foot-and-mouth disease virus / D.K.J Mackay., A.N. Bulut, T. Rendle et al. // J. Virol. Methods. 2001. - V.97 . - P. 33-48.

24. Absence of protein 2C from clarified foot-and-mouth disease virus vaccines provides the basis from distinguishing convalescent from vaccinanted animals / J. Lubroth, M.J. Grubman, T.G. Burrage et al. // Vaccine 1996. - V.14. — P.419-426.

25. Alexandersen, S. Aspects of the persistence of foot-and-mouth disease virus in animals the carrier problem / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson // Microbes Infect. - 2002. - V.4. - P.1099-1110.

26. All foot and mouth disease serotypes initiate protein synthesis at two separate AUGs / D.V. Sangar, S.E. Newton, D.J. Rowlands et al. // Nucleic Acids Res. 1987. - V.15. -P. 3305-3315.

27. Analysis of neutralizing epitopes on foot-and-mouth disease virus / E. Pfaff, M. Mussgay, H.O. Bohm et al. // J. Virol. 1988. - V.62. - P.2033-2040.

28. Baculovirus expressed 2C of foot-and-mouth disease virus has the potential for differentiating convalescent from vaccinated animals / R.F. Meyer, G.D.

29. Badcock, F.E. Newman et al. // J. Virol. Methods. 1997. - V.65. - P. 3343.

30. Barteling, S.J. Development and performance of inactivated vaccines against foot and mouth disease / S.J. Barteling // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002. - V. 21. - P. 577-588.

31. Barton, D.J. Synchronous replication of poliovirus RNA: initiation of negative-strand RNA synthesis requiers the guanidine-inhibited activity of protein 2C / D.J. Barton, J.B. Flanegan // J.Virol. 1997. - V.71. - P. 84828489.

32. Beard, C.W. Genetic determinants of altered virulence of Taiwanese foot-and-mouth disease virus / C.W. Beard, P.W. Mason // J. Virol. 2000. -V.74.-P. 987-991.

33. Bedard, K.M. Regulation of picornavirus gene expression / K.M. Bedard, B.L. Semler // Microbes Infect. 2004. - V.6. - P.702-713.

34. Belsham, G.J. Distinctive features of foot-and-mouth disease virus, a member of the picornavirus family; aspects of virus protein synthesis, protein processing and structure / G.J. Belsham // Prog. Biophys. Molec. Biol. 1993.-V.60.-P.241-260.

35. Belsham, G.J. Foot-and-mouth disease virus 3C protease induces cleavage of translation initiation factors eIF4A and eIF4G within infected cells / G.J. Belsham, G.M. Mclnerney, N. Ross-Smith // J. Virol. 2000. - V.74. - P. 272-280.

36. Biochemical and structural studies with neutralizing antibodies raised against foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, N. Verdaguer, W.F. Ochoa et al. // Virus Res. 1999. - V.62.- P.169-175.

37. Burrows, R. Excretion of foot-and-mouth disease virus prior to the development of lesions / R. Burrows // Vet. Rec. 1968. - V.82. - P. 387388.

38. Cell-free synthesis of poliovirus: 14S subunits are the key intermediates in the encapsidation of poliovirus RNA / Y. Verlinden, A. Cuconati, E. Wimmer et al. // J. Gen. Virol. 2000. - V.81. - P.2751-2754.

39. Chinsangaram, J. Protection of swine by live and inactivated vaccines prepared from a leader proteinase-deficient serotype A12 foot-and-mouth disease virus / J. Chinsangaram, P.W. Mason, M.J. Grubman // Vaccine. -1998. -V.16.- 1516-1522.

40. Clavijo, A. Developments in diagnostic techniques for differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease / A. Clavijo, P. Wright, P. Kitching // Vet.J. 2004. - V.167. - P.9-22.

41. Collen, T. Induction of antibody to foot-and-mouth disease virus in a mouth model / T. Collen, K.C. McCullough, T.R. Doel // J. Virol. V.52. - P.650-655.

42. Comparison of two ЗАВС ELISAs for diagnosis of multiple-serotype foot-and-mouth disease in cattle population in an Area of endemicity / B.M.C. Bronsvoort, K.J. Sorensen, J. Andersen et al. // J. Clin. Microbiol. 2004. -V.42.-P. 2108-2114.

43. Complete protein linkage map of poliovirus P3 proteins: interaction of polymerase 3Dpol with VPg and with genetic variants of ЗАВ / W. Xiang,

44. A. Cuconati, D. Hope et al. // J. Virol. 1998. - V.72. - P. 6732-6741.

45. Conservation of the secondary structure elements of the 5'-untranslated region of cardio- and aphthovirus RNAs / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov,

46. B.K. Chernov et al. // Nucleic Acids Res. 1989. - V.17. - P. 5701-5711.

47. Conserved structural domains in the 5'- untranslated region of picornaviral genomes: an analysis of the segment controlling translation and neurovirulence / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov, L.I. Romanova et al. // Virology. 1989. -V. 168. - P. 201-209.

48. Coxsackievirus protein 2D modifies endoplasmic reticulum membrane and plasma membrane permeability and facilitates virus release / F.J.van Kuppeveld, J.G. Hoenderop, R.L. Smeets et al. // EMBO J. 1997. - V.16. -P. 3519-3532.

49. Crowther, J.R. The use of non-structural (NS) antigens of FMD virus to assess antibodies in vaccinanted and infected livestock / J.R. Crowther // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002.-P. 377.

50. De Clercq, K. Overiew on foot-and-mouth disease diagnistic techniques / K. De Clercq // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. - P. 345-352.

51. Deletion of substitution of the aphthovirus 3' NCR abrogates infectivity and virus replication / M. Saiz, S. Gomez, E. Martinez-Salas et al. // J. Gen. Virol. 2001. - V.82. - P.93-101.

52. Detection of carriers of foot-and-mouth disease virus among vaccinated cattle / P. Moonen, L. Jacobs, A. Crienen, A. Dekker // Vet. Microbiol. — 2004.-V. 103. -P.151-160.

53. Detection of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus by means of an indirect ELISA test using bioengineered nonstructural polyprotein ЗАВС /

54. V. Malirat, E. Neitzer, I.E. Bergmann et al. // Vet. Q. 1998 - V.20. - P. 24-26.

55. Detection of virus infection-associated antigen and 3D antibodies in cattle vaccinated against foot-and-mouth disease / V.K. O'Donnell, E. Smitsaart, B. Cetra et al. // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1997. -V.16. -P.833-840.

56. Development of a foot-and-mouth disease NSP ELISA and its comparison with differential diagnostic methods / C.H. Kweon, Y.J. Ко, W. Kim et al. // Vaccine 2003. - V.21. - P. 1409-1414.

57. Dever, Т.Е. GTP-binding domain: three consensus sequence elements with distinct spacing / Т.Е. Dever, M.J. Glynias, W.C. Merrick // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. - V.84. - P. 1814-1818.

58. Diagnistic potential of mab-based ELISAs for antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus to differentiate infection from vaccination / E. Brocchi, M.I. De Diego, A. Berlinzani et al. // Vet. Q. -1998-V.20.-P. 20-24.

59. Differential restrictions on antigenic variation among antigenic sites of foot-and-mouth disease virus in the absence of antibody selection / A. Holguin, J.

60. Hernandez, M.A. Martinez et al. // J. Gen. Virol. 1997. - V.78. - P.601-609.

61. Differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease using a panel of recombinant, non-stuctural proteins in ELISA / D.K.J. Mackay, M.A. Forsyth, P.R. Davies et al. // Vaccine 1998. - V.16. -P.446-459.

62. Differentiation of convalescent animals from those vaccinated against foot-and-mouth disease by a peptide ELISA / F. Shen, P.D. Chen, A.M. Walfield et al. // Vaccine 1999. - V.17. - P.3039-3049.

63. Dmitrieva, T.M. Encephalomyocarditis virus RNA polymerase preparations, with and without RNA helicase activity / T.M. Dmitrieva, K.B. Norkina, V.I. Agol // J. Virol. 1991. - V.65. - P. 2714-2717.

64. Doedens, J.R. Inhibition of cellular protein secretion by poliovirus proteins 2B and ЗА / J.R. Doedens, K. Kirkegaard // EMBO J. 1995. - V.14. - P. 894-907.

65. Doel, T.R. Natural and vaccine-induced immunity to foot-and-mouth disease: the prospects for improved vaccines / T.R. Doel // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1996. - V.15.-P.883-911.

66. Donaldson, A.I. Foot-and-mouth disease: the principal features /А.1. Donaldson // Irish Vet. J. 1987. - V.41. - P. 325-327.

67. Donaldson, A.I. The virological determinants of the epidemiology of foot-and-mouth disease / A.I. Donaldson, S. Alexandersen // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings Lyons, 2002. - P. 173 -181.

68. Duke, G.M. Sequence and structural elements that contribute to efficient encephalomyocarditis virus RNA translation / G.M. Duke, M.A. Hoffman, A.C. Palmenberg // J. Virol. 1992. - V.66. - P. 1602-1609.

69. Dyrting, K.C. Evaluation and use of foot-and-mouth disease virus nonstructural protein ELISA in pigs in Hong Kong / K.C. Dyrting, C.H. Chow, T.M. Ellis // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. — Chania, 2004.-P.45.

70. E.coli expressed proteins as diagnostic reagents for typing of foot-and-mouth disease virus / V.V.S. Suryanarayana, S. Viswanathan, G. Ratish et al. // Arch. Virol. 1999 - V. 144. - P. 1701-1712.

71. Engineering cowpea mosaic virus RNA-2 into a vector to express heterologous proteins in plants / K. Gopinath, J. Wellink, C. Porta et al. // Virology. 2000. - V.267. - P. 159-173.

72. Evans, DJ. Cell receptors for picornaviruses as determinants of cell tropism and pathogenesis / DJ. Evans, J.W. Almond // Trends Microbiol. 1998. -V.6.-P. 198-202.

73. Evolution of foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, C. Escarmis, E. Baranowski et al. // Virus Res. 2003. - V.91. - P. 47-63.

74. Expression of a foreign protein by influenza A virus / N. Percy, W.S. Barclay, A. Garcia-Sastre et al. // J. Virol. 1994. - V.68. - P.4486-4492.

75. Falk, M.M. VPg gene amplification correlates with infective particle formation in foot-and-mouth disease virus / M.M. Falk, F. Sobrino, E. Beck // J. Virol. 1992. - V.66. - P. 2251-2260.

76. Foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, E. Baranowski, C. Escarmis, F. Sobrino // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. - V.25. - P. 297-308.

77. Foot-and-mouth disease virus 2A protease mediates cleavage in attenuated Sabin 3 poliovirus vectors engineered for delivery of foreign antigens / N.M. Mattion, E.C. Harnish, J.C. Crowley et al. // J. Virol. 1996. - V.70. -P.8124-8127.

78. Foot-and-mouth disease virus: a long known vims, but a current threat / F. Sobrino, M. Saiz, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Vet. Res. 2001. - V.32. -P. 1-30.

79. Foot-and-mouth disease virus: biology and prospects for disease control / M. Saiz, J.I. Nunez, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Microbes Infect. 2002. -V.4.-P. 1183-1192.

80. Foot-and-mouth disease virus-infected but not vaccinanted cattle develop antibodies against recombinant 3AB1 nonstructural protein / E. Silberstein, G. Kaplan, O. Taboga et al. // Arch. Virol. 1997 - V.142. - P. 795-805.

81. Foot-and-mouth disease vims infection of sheep: implications for diagnosis and control / G.J. Hughes, V. Mioulet, R.P. Kitching et al. // Vet Rec. -2002.-V.150.-P. 724-727.

82. Foot-and-mouth disease virus virulent for cattle utilazes the integrin alpha(v)beta(3) as its receptor / S. Neff., D. Sa-Carvalho, E. Rieder et al. // J. Virol. 1998. - V.74. -P.3587-3594.

83. Forss, S. A tandem repeat gene in a picornavirus / S. Forss, H. Schaller // Nucleic Acids Res. 1982. - V. 10. - P. 6441-6450.

84. Gailiunas, P. Presence and persistence of foot-and-mouth disease virus in bovine skin / P. Gailiunas, G.E. Cottral // J. Bacteriol. 1966. - V.91. - P. 2333-2338.

85. Genetically engineered foot-and-mouth disease viruses with poly(C) tracts of two nucleotides are virulent in mice / E. Rieder, T. Bunch, F. Brown et al. // J. Virol. 1993. - V.67. - P. 5139-5145.

86. Gorbalenya, A.E. Viral proteins containing the purine NTP-binding sequence pattern / A.E.Gorbalenya, E.V. Koonin // Nucleic Acids Res. -1989.-V.17.-P. 8413-8440.

87. Groot Bramel-Verheije, M.H. Expression of a foreign epitope by porcine reproductive and respiratory syndrome vims / M.H Groot Bramel-Verheije., P J. Rottier, J.J. Meulenberg // Virology. 2000. - V.278. - P. 380-389.

88. Grubman, M.J. Foot-and-mouth disease / MJ. Grubman, B. Baxt // Clin. Microbiol. Rew. 2004. - V.17, №2. - P.465-493.

89. Hamblin, C. A new enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against foot-and-mouth disease virus / C. Hamblin, I.T. Barnett, J.R. Crowther // J. Immunol. Methods. 1986. - V.93. - P. 123129.

90. Hansen, J.L. Structure of the RNA-dependent RNA polymerase of poliovirus / J.L. Hansen, A.M. Long, S.C. Schultz // Structure. 1997 - V.5. -P. 1109-1122.

91. Haydon, D.T. The generation and persistence of genetic variation in foot-and-mouth disease virus / D.T. Haydon, A.R. Samuel, N.J. Knowles // Prev. Vet. Med. 2001. - V.51. — P. 111-124.

92. High-level expression of recombinant 3AB1 non-structural protein from FMDV in insect larvae / M.G. Lopez, A. Peralta, A. Berinstein et al. // J. Virol. Methods. 2005. - V.124. - P. 221-224.

93. Hope, D.A. Genetic dissection of interaction between poliovirus 3D polymerase and viral protein ЗАВ / D.A. Hope, S.E. Diamond, K. Kirkegaard // J.Virol. 1997. - V.71. - - P.9490-9498.

94. Identification of a nucleotide deletion in parts of polypeptide ЗА in two independent attenuated apthovirus strains / A.T. Giraudo, E. Beck, K. Strebel et al. // Virology. 1990. - V.177. - P. 780-783.

95. Identification of foot-and-mouth disease vims replication in vaccinated cattle by antibodies to non-structural viral proteins / H.G. Berger, O.C. Straub, R. Ahl et al. // Vaccine 1990. - V.8. - P.213-216.

96. Identification of foot-and-mouth disease virus-srecific linear B-cell epitopes to differentiate between infected and vaccinated cattle / B.J. Hohlich, K.H. Wiesmuller et al. // J. Virol. 2003. - V.77, №16. - P.8633-8639.

97. Identification of T-cell epitopes in nonstructural proteins of foot-and-mouth disease virus / E. Blanco, G.B. Briones, A. Sanz-Parra et al. // J. Virol. -2001. V.75, №7. -P.3164-3174.

98. IgA response of cattle to FMDV infection in probang and saliva samples / M. Amadori, B. Haas, A. Moos, I. Zerbini // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Borovets, 2000. - P. 88-106.

99. Immunogenicity of non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus: differences between infected and vaccinated swine / A. Rodriguez, J. Dopazo, J.C. Saiz et al. //Arch. Virol. 1994 -V. 136. - P. 123-131.

100. IRES-driven translation is stimulated separately by the FMDV 3'-NCR and poly(A) sequences / S. Lopez de Quinto, M. Saiz, D. de la Morena, et al. // Nucleic Acids Res. 2002. - V.30. - P. 4398-4405.

101. Jacobs, L. The FMD-NS ELISA, the most sensitive test to detect FMDV infected animals in a vaccinated population / L. Jacobs, P. Moonen // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P.415.

102. Jacobson, R.H. Validation of serological assays for diagnosis of infectious diseases / R.H. Jacobson // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1998. - V.17.-P.469-526.

103. Jecht, M. Membrane permeability induced by hepatitis A virus proteins 2B and 2BC and proteolytic processing of HAV 2BC / M. Jecht, C. Probst, V. Gauss-Muller // Virology. 1998. - V.252. - P. 218-227.

104. Kitching, R.P. Identification of foot-and-mouth disease virus carrier and subclinically infected animals and differentiation from vaccinated animals / R.P. Kitching // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002.-V.21.-P.531-538.

105. Kitching, R.P. Future research on foot and mouth. disease / R.P. Kitching//Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002.-V.21.-P.885-889.

106. Kitching, R.P. Problems of diagnosis of foot-and-mouth disease in domestic animals / R.P. Kitching // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002. — P. 353-360.

107. Klein, M. Echovirus 9 strain barty non-structural protein 2C has NTPase activity / M. Klein, H.J. Eggers, B. Nelsen-Salz // Virus Res. -1999.-V.65.-P. 155-160.

108. Kuhn, R. Functional analysis of the internal translation initiation site of foot-and-mouth disease virus / R. Kuhn, N. Luz, E. Beck // J. Virol. -1990. V.64. - P.4625-4631.

109. Lama, J. A role for ЗАВ protein in poliovirus genome replication / J. Lama, M.A. Sanz, P.L Rodrigues. // J. Biol. Chem. 1995. - V.270. - P. 14430-14438.

110. Leader protein of foot-and-mouth disease virus is requiered for cleavage of the p220 component of the cap-binding protein complex / M.A. Devaney, V.N. Vakharia, R.E. Lloyd et al. // J. Virol. 1988. - V.62. - P. 4407-4409.

111. Lee, F. Comparison of ELISA for detection of porcine serum antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus / F. Lee, Y.L. Lin, M.H. Jong // J. Virol. Methods. 2004. - V.U6. - P. 155159.

112. Lubroth, J. Identification of native foot-and-mouth disease virus nonstructural protein 2C as serological indicator to differentiate infected from vaccinated livestock / J. Lubroth, F. Brown // Res. Vet. Sci. 1995. - V.59. - P.70-78.

113. Marquardt, O. FMDV proteinase 3C inhibits translation in recombinant Escherichia coli / O. Marquardt // FEMS Microbiol. Lett. -1993. V.107. — P.279-286.

114. Marquardt, О. FMDV protease ЗС lacks linear epitopes for bovine antibodies, while such epitopes are present in 2C and ЗА / О. Marquardt // Report of the Third Annual Meeting, Tubingen, 4-5 March, 1996.

115. Mason, P.W. Identification and characterization of a cis-acting replication element (ere) adjacent to the internal ribosome entry site of foot-and-mouth disease virus / P.W. Mason, S.V. Bezborodova, T.M Henry. // J. Virol. 2002. - V.76. - P.9686-9694.

116. Mason, P.W. Molecular basis of pathogenesis of FMDV / P.W. Mason, M.J. Grubman, B. Baxt // Virus Res. 2003. - V.91. - P.9-32.

117. McKnight, K.L. The rhinovirus type 14 genome contains an internally located RNA structure that is requered for viral replication / K.L. McKnight, S.M. Lemon // RNA. 1998. - V.4. - P. 1569-1584.

118. McVicar, J.W. Foot-and-mouth disease: the agar gel diffusion precipitin test for antibody to virus-infection-associated (VIA) antigen as a tool for epizootiologic surveys / J.W. Mc Vicar, P. Sutmoller // Am. J. Epidemiol. 1970. - V.92. - P. 273-278.

119. Nucleotide sequence and genome organization of foot-and-mouth disease virus / S. Forss, K. Strebel, E. Beck et al. // Nucleic Acids Res. -1984.- V.12.-P. 6587-6601.

120. Observations on the carrier state of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus / J.G. van Bekkum, H.S. Frenkel, HJ. Frederiks et al. // Tijdschr. Diergeneeskd. 1959. - V.84. - P. 1159-1164.

121. OIE Manual of Standards for Diagnostic Tests and Vaccines. 5thed. -Paris, 2004.

122. Oleksiewicz, M.B. Development a novel real-time RT-PCR assay for quantitation of foot-and-mouth disease virus in diverse porcine tissues / M.B. Oleksiewicz, A.I. Donaldson, S. Alexandersen // J. Virol. Methods. -2001.-V.92.-P. 23-35.

123. Pathogenesis of wild-type and leaderless foot-and-mouth disease virus in cattle / C.C. Brown, M.E. Piccone, P.W. Mason et al. // J. Virol. 1996. -V.70.- P. 5638-5641.

124. Paton, D.J. Post-vaccinal serosurveillance for FMD: a European perspective on progress and problems / D.J. Paton, K. de Clerq, A. Dekker // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P. 6871.

125. Perry, B.D. The economics of foot-and-mouth disease, its control and its eradication / B.D. Perry, T.F. Randolph // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. - P. 23-42.

126. Persson, K. The development of an indirect ELISA for the detection of antibodies to the non-structural protein ЗАВС of the foot-and-mouth disease virus / K. Persson, M. Merza // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P.71.

127. Pfister, Т. A cysteine-rich motif in poliovirus protein 2C (ATPase) is involved in RNA replication and binds zinc in vitro / T. Pfister, K.W. Jones, E. Wimmer// J. Virol. 2000. - V.74. - P.334-343.

128. Point mutations within the pG-pH loop of foot-and-mouth disease virus OIK affect virus attachment to target cells / M. Leippert, E. Beck, F. Weiland, E. Pfaff// J. Virol. 1997. - V.71. - P. 1046-1051.

129. Polatnick, J. Foot-and-mouth disease virus-induced ribonucleic acid polymerase in baby hamster kidney cells / J. Polatnick, R.B. Arlinghaus // Virology 1967. - V.31. - P. 601-608.

130. Poliovirus RNA synthesis utilizes an RNA complex formed around the 5'-end of viral RNA / R. Andino, G.H. Rieckhof, P.L. Achacoso et al. // EMBO J. 1993. - V.12. - P. 3587-3598.

131. Poly(C) in animal viral RNAs / F. Brown, J. Newman, J. Stott et al. // Nature. 1974. - V.251. - P. 342-344.

132. Poly (rC) binding proteins with the 5' noncoding region of poliovirus RNA and the viral 3CD proteinase / T.B. Parsley, J.S. Towner, L.B. Blyn et al. // RNA. 1997. - V.3. - P. 1124-1134.

133. Potential secondary and tertiary structure in the genomic RNA of foot-and-mouth disease virus / B.E. Clarke, A.L. Brown, K.M. Currey et al. // Nucleic Acids Res. 1987. - V. 15. - P. 7067-7079.

134. Production of biologically active, heterodimeric porcine interleukin-12 using a monocistronic baculoviral expression system / T. Kokuho, S. Watanabe, Y. Yokomizo et al. // Vet. Immunol. Immunopathol. 1999. -V. 72. - P. 289-302.

135. Proteolytic processing of foot-and-mouth disease virus polyproteins expressed in a cell-free system from clone-derived transcripts / V.N. Vakharia, M.A.Devaney, D.M. Moore et al. // J. Virol. 1987. - V.61. -P. 3199-3207.

136. Radial immuno-diffusion and seroneutralization techniques for the assay of antibodies to swine vesicular disease / S.M. Golding, R.S. Hedger, P. Talbot et al. // Res. Vet. Sci. 1976. - V.20. - P. 142-147.

137. Ratish, G. C-terminal region of VP1 of selected foot-and-mouth disease virus serotypes: expression in E.coli and affinity purification / G. Ratish, S. Viswanathan, V.V.S. Suryanarayana // Acta Virologica. 1999. -V.43.-P. 205-211.

138. Recent spread of FMD virus serotype Asia 1 / J.F. Valarcher, N.J. Knowles, N.P. Ferris, D.J. Paton // Vet. Rec. 2005. - V.2. - P.30.

139. Recently generated data with the CHEKIT-FMD-3ABC ELISA kit and methods to monitor the operational perfomance of a ЗАВС ELISA / L. Schalch, D.E. Rebeski, H. Samaras et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. - P. 283-303.

140. Remond M., Diagnosis and screening of foot-and-mouth disease virus / M. Remond, C. Kaiser, F. Lebreton // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. - V.25. - P. 309-320.

141. Report of workshop on validation of NSP-ELISAs: a comparison of 6 assays / K. De Clercq, E. Brocchi, S. Grazioli et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P.44.

142. Richards, O.C. Effects of poliovirus 3Ab protein on 3D polymerase-catalyzed reaction / O.C. Richards, E. Ehrenfeld // J. Biol. Chem 1998. -V.273.-P. 12832-12840.

143. Rivera, V.M. Comparative sequence analysis of the 5' noncoding region of the enteroviruses and rhinoviruses / V.M. Rivera, J.D. Welsh, J.V. Maizel // Virology. 1988. - V.165. - P. 42-50.

144. Rodriguez, P.L. Poliovirus protein 2C has ATPase and GTPase activities / P.L. Rodriguez, L. Carrasco // J. Biol. Chem. 1993. - V.268. -P. 8105-8110.

145. Role of nonstructural proteins ЗА and 3B in host range and pathogenicity of foot-and-mouth disease virus / J.M. Pacheco, T.M. Henry, V. O'Donnell et al. //J. Virol. -2003. -V.77. P. 13017-13027.

146. Rueckert, R.R. Systematic nomenclature of picornavirus proteins / R.R. Rueckert, E. Wimmer // J. Virol. 1984. - V.50. - P. 957-959.

147. Ryan, M.D. Cleavage of foot-and-mouth disease virus polyprotein is mediated by residues located within a 19 amino acid sequence / M.D. Ryan, A.M. King, G.P. Thomas // J. Gen. Virol. 1991. - V.72. - P.2727-2732.

148. Salt, J.S. The carrier state in foot and mouth disease an immunological review / J.S. Salt // Brit. Vet. J. - 1993. - V.149. - P.207-223.

149. Schneider-Shaulies, J. Cellular receptors for viruses: links to tropism and pathogenesis / J. Schneider-Shaulies // J. Gen. Virol. 2000. - V.81. -P.1413-1429.

150. Secretory IgA as an indicator of orofharyngeal FMDV replication / S. Parida, D. Paton, S. Cox et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P. 440-446.

151. Sequence analysis of the RNA polymerase gene of foot-and-mouth disease virus serotype Asial / M. George, R. Venkataramanan, B. Pattnaik et al. // Virus Genes. 2001. - V.22. - P. 21-26.

152. Serial release testing for FMD ELISA kits: necessity of official control / K. Luyten, N. Goris, A.B. Caij, K. De Clercq // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. - P.46.

153. Serodiagnostic strategy for estimation of foot-and-mouth disease viral activity through highly sensitive immunoassays using bioengineered nonstructural proteins / I.E. Bergmann, V. Astudillo, V. Malirat, E. Neitzert // Vet. Q. 1998 - V.20. - P. 6-8.

154. Serological and cellular immune responses to non-structural proteins in animals infected with FMDV / M. Foster, A. Cook, L Cedillo et al. // Vet. Q. 1998 - V.20. - P. 28-30.

155. Strebel, K. A second protease of foot-and-mouth disease virus / K. Strebel, E. Beck // J. Virol. 1986. - V.58. - P. 893-899.

156. Stewart, S.R. RNA determinants of picornavirus cap-independent translation initiation / S.R. Stewart, B.L. Semler // Semin. Virol. 1997. -V.8.-P. 242-255.

157. Structure and receptor binding / T. Jackson, A.M.Q. King, D.I.Stuart, E. Fry // Virus Res. 2003. - V.91. - P.33-46.

158. Studies with poliovirus polymerase 3Dpol. Stimulation of poly(U) synthesis in vitro by purified poliovirus protein ЗАВ / A.V. Paul, X. Cao, K.S. Harris et al. // J. Biol. Chem. 1994. - V.269. - P. 29173-29181.

159. Sun, T. Localization of infection-related epitopes on the non-structural protein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus and the application of tandem epitopes / T. Sun, P. Lu, X. Wang // J. Virol. Methods. 2004. - V.l 19. - P. 79-86.

160. Sutmoller, P. Pathogenesis of foot-and-mouth disease: the lung as an additional portal of entry of the virus / P. Sutmoller, J.W. Mc Vicar // J. Hyg. (London). 1976. - V.77. - P. 235-243.

161. Sutmoller, P. Unapparent foot and mouth disease infection (subclinical infections and carriers): implications for control / P. Sutmoller, R.C. Olascoaga // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002.-V.21.-P.519-529.

162. Synthenic peptide-based serosuveillance and vaccine system for FMD / S. Liu, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. - P. 303-321.

163. Synthetic peptide-based vaccine and diagnostic system for effective control of FMD / C.Y. Wang, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Biologicals. 2001. - V.29. - P.221-228.

164. The 3' untranslated region of picornavirus RNA: features requiered for efficient genome replication / J.B. Rohll, D.H. Moon, D.J. Evans et al. // J. Virol. 1995. - V.69. - P. 7835-7844.

165. The cell attachment site on foot-and-mouth disease virus includes the amino acid sequence RGD (arginine-glycine-aspartic acid) / G. Fox, N.R. Parry, P.V. Barnett et al. // J. Gen. Virol. 1989. - V.70. - P.625-637.

166. The foot-and-mouth disease virus leader proteinase gene is not required for viral replication / M.E. Piccone, E. Rieder, P.W. Mason, M.J. Grubman // J. Virol. 1995. - V.69. - P.5376-5382.

167. The non-structural polyprotein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus as a diagnostic antigen in ELISA to differentiate infected from vaccinanted cattle / M. De Diego, E. Brocchi, D. Mackay et al. // Arch. Virol. 1997 -V.142. — P. 2021-2033.

168. The pathogenesis and diagnosis of foot-and- mouth disease / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson et al. // J. Сотр. Pathol. 2003. -V.129.-P. 1-36.

169. The sequence of foot-and-mouth disease virus RNA to the 5' side of the poly(C) tract / S.E. Newton, A.R. Carroll, R.O. Campbell et al. // Gene. 1985.-V.40.-P. 331-336.

170. The two species of the foot-and-mouth disease virus leader protein, expressed individually, exhibit the same activities / M. Medina, E. Domingo, J.K. Brangwyn et al. // Virology. 1993. - V. 194. - P. 355-359.

171. Tissue culture adaptation of FMDV selects viruses that bind to heparin and are attenuated in cattle / D. Sa-Carvalho, D.E. Rieder, B. Baxt et al. // J. Virol. 1997. - V.71. - P.5115-5123.

172. Villaverde, A. 3D gene of foot-and-mouth disease virus. Conservation by convergence of average sequences / A. Villaverde, E. Martinez-Salas, E. Domingo // J. Mol. Biol. 1988. - V.204. - P. 771-776.

173. Wimmer, E. Genome-linked proteins of viruses / E. Wimmer // Cell. — 19 82.-V.28.-P. 199-201.

174. Zhang, Z.D. The localization of persistent foot-and-mouht disease virus in the epithelial cells of the soft palate and pharynx / Z.D. Zhang, R.P. Kitching // J. Сотр. Pathol. 2001. - V.124. - P. 89-94.

www.dissercat.com

страсти по Гоголю. О том, как поссорились Управление Россельхознадзора и Агентство ветеринарии

Помните знаменитую повесть великого писателя «Как поссорились Иван Иванович с Иваном Никифоровичем»? Примерно в такой же ситуации оказались два ведомства, которые по роду своей деятельности призваны делать одну и ту же работу, а они так сцепились, что водой не разольешь.

ПРИГЛАШЕНИЕ К БАРЬЕРУВсе началось с эпизоотического мониторинга, который провело Управление Россельхознадзора по Чувашской Республике и Ульяновской области. Необходимость в мероприятии была вызвана зафиксированной несколько ранее вспышкой ящура на территории Башкортостана. Стандартная профилактическая мера и совсем не лишняя. Ведомство сочло обязательным через свой официальный сайт оповестить общественность о регистрации болезни на территории страны. А также об обнаружении неструктурных белков к вирусу ящура в пробах крови животных, содержащихся на территории Ульяновской области.

Остается тайной, почему ведомства-«родственники» не смогли или не захотели уладить возникшие недоразумения в «узком семейном кругу». Видимо, слишком многое оказалось на кону. Последовала болезненная реакция со стороны Агентства ветеринарии Ульяновской области в лице руководителя Нины Пелевиной. На одном из сайтов появилась статья «Россельхознадзор не имел оснований для порочащих репутацию региона заявлений». Во избежание обвинений в субъективности приводим «дружескую переписку» двух ведомств в полном объеме, сохраняя по возможности стилистику.

ЛУЧШАЯ ЗАЩИТА — НАПАДЕНИЕ?Начнем с комментария Нины Пелевиной, который перепечатало и разместило у себя на сайте Управление Россельхознадзора. «…Россельхознадзор обвинил ветеринарную службу Ульяновской области в том, что мы укрываем ящур. Я не знаю, на каком основании и какое юридическое право имел Россельхознадзор давать порочащие репутацию региона неподтвержденные заявления. Ситуация складывается так, что сегодня непростительную ошибку сотрудников Россельхознадзора, которые отбирали пробы несколько месяцев — в апреле и мае на территории Ульяновской области и Чувашии, с нарушением правил отбора проб, не разделяя пробы по регионам и хозяйствам, — хотят свалить на ветеринарную службу Ульяновской области. Мы вынуждены обороняться и доказывать всем, что ящура у нас нет.

Та опись, которую выдали из лаборатории ВНИИЗЖ (Федеральный центр охраны животных. — Авт.), вообще не соответствует актам отбора проб. Мы не нашли ни одну корову, которая была бы в описи из лаборатории и в акте отбора проб. ВНИИЗЖ предоставил нам все протоколы, и ни один не соответствует акту отбора проб. Кроме того, в протоколах значится 47 коров, а в ЛПХ, где Россельхознадзор брал пробы, 35 телят на откорме. Где они взяли еще 12 животных? Мы опросили сотни других людей — в их хозяйствах вообще пробы не брали. А в описи эти пробы, видимо, дописали.

И после этой недопустимой путаницы сотрудников Россельхознадзора кто-то пытается обвинить ветеринарную службу в том, что она скрывает ящур! Да попробуй его скрой! Владелец животных сказал, что пробы взяли в апреле, инспектор, который брал пробы, что в мае, федеральный центр оповестил, что пробы были отобраны в июле. В лабораторию пробы поступили в августе, а результаты стали известны 10 октября. Прошло полгода! Мы приехали в хозяйство к фермеру, в чьем хозяйстве в мае взяли пробы и якобы обнаружили в них ящур. А там абсолютно здоровые, ухоженные, крепкие животные. Разве болезнь не проявилась бы за 6 месяцев?

Сейчас мы ждем результатов отбора проб. По факту постараемся привлечь за необоснованные обвинения Россельхознадзор. Если бы ящур был зарегистрирован, в первую очередь, должен быть поставлен в известность губернатор — это прописано в должностных инструкциях. Пишется официальное представление, ставятся в известность начальник ветслужбы и губернатор. Почему Россельхознадзор, нарушая все процедуры, распространяет непроверенную информацию на своем сайте?

Ситуацию на контроле держит губернатор. Но уже очевидно, что со стороны Россельхознадзора была допущена небрежность — сотрудники Россельхознадзора перепутали хозяйства и животных, нарушив все правила отбора проб. За свои слова и действия надо отвечать перед законом, совестью и жителями Ульяновской области».

ВЫЗОВ ПРИНЯТОтвет Управления Россельхознадзора не заставил себя ждать. Он был жестким: «О непрофессиональном подходе субъектовой Государственной ветеринарной службы Ульяновской области к проблемам распространения особо опасных болезней животных». Читаем: «Заявления руководства Агентства ветеринарии Ульяновской области о якобы нарушении правил отбора проб необоснованны и не выдерживают критики. Пробы крови восприимчивого к ящуру скота отбирались в хозяйствах Старокулаткинского, Николаевского, Кузоватовского и Сурского районов Ульяновской области с соблюдением всех законодательных норм. Все отобранные пробы крови были пронумерованы и упакованы отдельно по каждому хозяйству, а сотрудники Россельхознадзора, задействованные в данном мероприятии, регулярно проходили переобучение и аттестацию.

По результатам лабораторных исследований ВНИИЗЖ в сыворотках крови от животных, принадлежащих индивидуальному предпринимателю, хозяйство которого находится в селе Старый Атлаш Старокулаткинского района Ульяновской области, обнаружены антитела к неструктурным белкам вируса ящура. Что говорит о переболевании или же о вакцинации указанных животных. Возникают вопросы о сокрытии факта заболевания животных, их незаконной вакцинации или же несанкционированном ввозе в регион животных, вакцинированных против ящура. С целью исключения данных фактов территориальным Управлением Россельхознадзора инициирован повторный отбор проб. Агентство ветеринарии Ульяновской области препятствовало этому под различными предлогами. Пробы были отобраны после письменного обращения Россельхознадзора в прокуратуру.

Советник руководителя Россельхознадзора Никита Лебедев отметил: «Основной причиной заноса и последующего распространения инфекционных заболеваний животных в регионах России является отсутствие у них четкой и узаконенной системы идентификации животных и нежелание работать в электронных системах, обеспечивающих прослеживаемость перемещения подконтрольной ветнадзору продукции. Что впоследствии выливается в незнание представителями ветеринарных служб субъектов России информации о реальном поголовье животных, находящемся на подконтрольной им территории, что подтверждается заявлением Нины Пелевиной в указанной ранее статье о якобы неизвестно откуда взятых сотрудниками Россельхознадзора у Аввясова И.Ш. еще 12 пробах».

В этой связи необходимо отметить тот факт, что в начале 2017 года Агентство ветеринарии Ульяновской области не посчитало целесообразным заключать соглашение с Россельхознадзором о содействии в проведении федерального эпизоотического мониторинга на территории региона. Это могло стать косвенной причиной регистрации на территории Ульяновской области дерматита и выявления антител к вирусу ящура.

Учитывая изложенное, Россельхознадзор. обратился в правоохранительные органы с просьбой оказать содействие в проведении комплекса проверочных мероприятий. Прежде всего, в отношении лиц, причастных к нелегальному обороту подконтрольных Госветнадзору товаров, повлекших занос возбудителя ящура на территорию Российской Федерации».

В ответе сказано, что основным инструментом пресечения заноса возбудителей особо опасных болезней животных является тесное сотрудничество ветеринарных служб субъектов России с территориальными Управлениями Россельхознадзора. В нашей истории сотрудничества не получилось. Стороны предъявили друг другу серьезные обвинения. Между тем ящур — это не шалости в детской песочнице. Что стоит за громким скандалом? Ответ на этот вопрос дадут правоохранительные органы. А пока что жителям региона приходится гадать: «А был ли ящур?». Лучше бы его не было.

ulpressa.ru

"Разработка и применение иммуноферментной тест-системы для обнаружения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота"

Выдержка из работы

Актуальность темы. Ящур — высококонтагиозное вирусное заболевание парнокопытных, способное вызывать эпизоотии и наносить большой экономический ущерб. Для России постоянно существует опасность проникновения этой болезни из сопредельных азиатских государств, свидетельством чего являются вспышки ящура на территории РФ в 1995, 2000, 2004 и 2005 г.г., вызванные заносом инфекции из Китая (20, 153). В этой ситуации разработка и совершенствование средств и методов диагностики ящура напрямую связаны с проблемой обеспечения зоосанитарной и экономической безопасности страны.

Возбудитель ящура — безоболочечный РНК-содержащий вирус семейства Picornaviridae, рода Aphthovirus. Геном вируса кодирует четыре структурных и восемь неструктурных белков. Обе группы белков вызывают выработку антител у животных во время инфекции. Однако у вакцинированных животных обнаруживаются антитела, в основном, к структурным протеинам. Это объясняется тем, что при изготовлении вакцины проводится частичная очистка вируса, в процессе которой большинство неструктурных белков удаляется вместе с клеточным дебрисом (40).

Обнаружение антител к неструктурным белкам вируса ящура является важным инструментом контроля за заболеванием. Этот метод позволяет дифференцировать вакцинированных животных от реконвалесцентов и выявлять бессимптомных вирусоносителей среди вакцинированного поголовья. В связи с тем, что Россия проводит политику противоящурной вакцинации скота вдоль своих южных границ, наличие диагностических средств, позволяющих обнаруживать в вакцинированных стадах инфицированных животных, чрезвычайно актуально.

В настоящее время на мировом рынке ветеринарных диагностикумов представлено несколько иностранных коммерческих тест-систем для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура. Они основаны на использовании в качестве антигенов синтетических пептидов или рекомбинантных белков вируса ящура, экспрессированных в E. coli или в бакуловирусной системе. Однако отечественных тест-систем до сих пор создано не было.

Цели и задачи исследования. Основная цель нашей работы заключалась в получении рекомбинантных антигенов и разработке на их основе иммуноферментной тест-системы, позволяющей выявлять антитела к неструктурным белкам вируса ящура.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

— провести молекулярное клонирование и экспрессию в E. coli генов неструктурных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура-

— отработать условия экспрессии и очистки, обеспечивающие высокий выход рекомбинантных белков-

— исследовать антигенную активность и специфичность полученных белков-

— разработать на основе рекомбинантных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ иммуноферментные тест-системы для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура и сравнить их по чувствительности и специфичности между собой и с коммерческими наборами-

— на основе наиболее чувствительной и специфичной тест-системы разработать диагностические наборы для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови крупного рогатого скота-

— оценить с помощью разработанных наборов отечественные противоящурные вакцины на способность индуцировать антитела к неструктурным белкам вируса ящура у животных-

— применить разработанные наборы в диагностических исследованиях. Научная новизна исследования. Впервые в России получены рекомбинантные неструктурные белки ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура и на их основе разработаны иммуноферментные тест-системы для дифференциации вакцинированного и инфицированного КРС.

Показано, что ИФА на основе белка ЗА превосходит по диагностической чувствительности и специфичности ИФА на основе белков ЗВ и ЗАВ.

На основе ЗА-ИФА разработаны два отечественных диагностических набора для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом, позволяющие дифференцировать вакцинированный против ящура и инфицированный вирусом ящура КРС.

Практическая значимость исследований. В результате проведенных исследований были разработаны следующие методики:

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках КРС иммуноферментным методом& raquo-, одобренная ученым советом и утвержденная директором Центра 30. 09. 04-

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении& raquo-, одобренная ученым советом и утвержденная директором Центра 21. 12. 04.

На основе этих методик разработаны два диагностических набора: & laquo-Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом& raquo-, одобренный ученым советом и утвержденный директором Центра 30. 09. 04-

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении& raquo-, одобренный ученым советом и утвержденный директором Центра 21. 12. 04.

Публикации научных работ. По теме диссертации опубликовано три научных работы.

Апробация работы. Материалы диссертации доложены на научной конференции & laquo-Проблемы мониторинга и генодиагностики инфекционных болезней животных& raquo- в 2004 году, на заседаниях ученого совета в 2003—2005 гг.

Основные положения, выносимые на защиту.

Рекомбинантные антигены ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура.

Иммуноферментные тест-системы на основе рекомбинантных белков ЗА, ЗВ и ЗАВ для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС и результаты их сравнительных испытаний.

Диагностический набор для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура методом последовательного разведения сывороток крови КРС.

Диагностический набор для выявления антител к неструктурным белкам вируса ящура методом одного разведения сывороток крови КРС.

Результаты серомониторинга ящура с использованием разработанных диагностических наборов за 2004−2005гг.

Структура и объем работы. Диссертация изложена 110 на страницах, иллюстрирована 12 рисунками и 12 таблицами. Список используемой литературы включает 192 источника, из которых 171 иностранный.

Исследования по диссертационной работе выполнены в 2002—2005 гг. в Федеральном центре охраны здоровья животных (ФГУ ВНИИЗЖ, г. Владимир).

Автор выражает искреннюю благодарность научному руководителю к.б.н. А. В. Щербакову и сотрудникам института: д.в.н. B. JI. Узюмову, к.в.н. А. В. Каньшиной, С. Р. Кременчугской, к.б.н. Н. С. Мудрак, вед. биологу Н. В. Вавиловой, вед. вет. врачу Фоминой С. Н. — за практическую помощь в выполнении отдельных этапов работы и оформлении диссертации.

5. ВЫВОДЫ

1. Проведено молекулярное клонирование и экспрессия в E. coli генов ЗА, ЗВ и ЗАВ вируса ящура. Определены условия экспрессии и очистки, обеспечивающие высокий выход рекомбинантных белков-

2. На основе полученных рекомбинантных антигенов разработан непрямой вариант ИФА для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС-

3. Проведен сравнительный анализ диагностической чувствительности и специфичности ИФА на основе белков ЗА, ЗВ и ЗАВ. Установлено, что ЗА-ИФА обладает лучшими показателями диагностической чувствительности и специфичности и позволяет наиболее достоверно дифференцировать инфицированных и вакцинированных животных-

4. На основе ЗА-ИФА разработан набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС методом последовательных разведений.

5. На основе рекомбинантного белка ЗА разработан иммуноферментный метод и диагностический набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура по одному разведению сывороток крови КРС-

6. Результаты сравнения с зарубежными аналогами показали, что разработанные наборы превосходят по чувствительности тест-систему «Chekit FMD-ЗАВС& raquo- (Bommeli Diagnostics, Щвейцария) и сравнимы с тест-системой «Ceditest FMDV-NS ELISA» (Cedi Diagnostics, Нидерланды) —

7. С использованием разработанных наборов исследовано более 1200 сывороток крови КРС, вакцинированного против ящура. Установлено, что противоящурные вакцины производства ФГУ ВНИИЗЖ и ФГУП & laquo-Щелковский биокомбинат& raquo- не вызывают у животных выработку антител к неструктурным белкам вируса ящура и соответствуют по этому показателю требованиям МЭБ.

6. ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ

Для практического использования предлагаются:

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках КРС иммуноферментным методом& raquo--

Методика определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении& raquo--

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура в сыворотках крови КРС иммуноферментным методом& raquo--

Набор для определения антител к неструктурным белкам вируса ящура иммуноферментным методом при тестировании сывороток крови КРС в одном разведении& raquo-.

Показать Свернуть

Содержание

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Структурная организация капсида ВЯ.

2.2. Структурно-функциональная организация генома ВЯ.

2.3. Патогенез]ящура.

2.4. Вакцинопрофилактика.

2.5. Серодиагностика ящура.

2.5.1. Выявление и типирование вируса.

2.5.2. Дифференциация постинфекционных и поствакцинальных антител.

Список литературы

1. Аминев, А. Г. Выделение и очистка экспрессированных в E. coli ЗС и 3D белков вируса ящура / А. Г. Аминев, Т. А. Сатина, Г. М. Фалина // Вирусн. болезни с. -х. животных: тез. докл. Всерос. науч. -практ. конф. — Владимир, 1995. С. 5.

2. Вакцинопрофилактика ящура в Российской Федерации / Т. З. Байбиков,

3. B.М. Захаров, Н. А. Пронина и др. // Вирусн. болезни с. -х. животных: тез. докл. Всерос. науч. -практ. конф. Владимир, 1995. — С. 160.

4. Гааль, Э. Электрофорез в разделении биологических молекул / Э. Гааль, Г. Медьеши, Л. Верецкеи. М.: Мир, 1982.

5. Дудников, А. И. Биотехнология противоящурных вакцин / А. И. Дудников // Животноводство России. 2004. — № 9. — С. 42−44.

6. Захаров, В. М. Ящур: новые концепции борьбы и профилактики / В. М. Захаров // Актуальные проблемы инфекционной патологии животных: матер. Междунар. науч. конф. ФГУ ВНИИЗЖ. Владимир, 2003. — С. 11−14.

7. Изучение возможности использования синтетических пептидов для выявления антител к VIA-антигену вируса ящура / А. А. Луговской,

8. C.С. Рыбаков, Ж. А. Шажко и др. // К новой стратегии борьбы с ящуром: матер. Междунар. науч. конф. ВНИЯИ. Владимир, 1991. — С. 165−166.

9. Использование аэросила А-300 и фильтров GF/F (GF/C) для очистки фрагментов ДНК, ДНК-плазмид и РНК / О. Г. Грибанов, А. В. Щербаков, Н. А. Перевозчикова и др. // Биохимия. 1996. — Т. 21, вып. 6. -С. 1064−1070.

10. Использование синтезированных в E. coli гибридных белков протеазы Зс и РНК-полимеразы вируса ящура для диагностики / А. Г. Аминев, С. П. Аминева, Н. С. Мудрак и др. // Молекулярная биология. 1997. -Т. 31, № 3. — С. 568−572.

11. Использование VIA-антигена из культурального вируса ящура в ИФМ / Е. К. Дудникова, В. В. Дрыгин, JI.A. Дудников, Ж. А. Шажко // Вопр. вет. вирусол., микробиол., эпизоотол.: матер, науч. конф. ВНИИВВиМ. -Покров, 1992. -4.1. -С. 186−187.

12. К вопросу о персистировании вируса ящура в организме животных / Д. Г. Мусиев, М. М. Ахмедов, Т. Б. Саркисова, Н. М. Салихова // Вестн. ветеринарии. 1996. — № 2. — С. 34−36.

13. Маниатис, Т. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Д. Д. Сэмбрук М.: Мир, 1984.

14. Медик, В. А. Статистика в медицине и биологии / В. А. Медик, М. С. Токмачев, Б.Б. Фишман- М.: Медицина, 2000.

15. Молекулярная эпизоотология ящура в России и странах СНГ / А. В. Щербаков, В. Г. Андреев, В. В. Дрыгин, А. А. Гусев // Аграрная Россия. -2002. -№ 2. -С. 8−11.

16. Поляков, И. О. Практическое пособие по медицинской статистике / И. О. Поляков JL: Медицина, 1975.

17. Практическая химия белка / под ред. А. Дарбре. -М.: Мир, 1989.

18. Теория и практика иммуноферментного анализа / A.M. Егоров, А. П. Осипов, Д. Д. Дзантиева и др. -М.: Высшая школа, 1991.

19. Фомина, Т. А. Лабораторная диагностика ящура и других болезней, протекающих с везикулярным синдромом. Обзор литературы / Т. А. Фомина, Е. В. Гусева. Владимир, 1995.

20. Ханаан, Д. Методы трансформации. Клонирование ДНК / под ред. Д. Гловера М.: Мир, 1988.- С. 140- 173.

21. Холодилов, Н. Г. Выделение плазмидной ДНК методом щелочного лизиса. Методы молекулярной генетики и генной инженерии / под ред А. В. Мазина, К. Д. Кузнеделова, А. С. Краева и др. Новосибирск: Наука, 1990.

22. A pathogenesis study of foot-and-mouth disease in cattle, using in situ hybridization / C.C. Brown, R.F. Meyer, H.J. Olander et al. // Can. J. Vet. Res. 1992. — V. 56. — P. 189−193.

23. A solid-based competition ELISA for measuring antibody to foot-and-mouth disease virus / D.K.J Mackay., A.N. Bulut, T. Rendle et al. // J. Virol. Methods. 2001. — V. 97. — P. 33−48.

24. Absence of protein 2C from clarified foot-and-mouth disease virus vaccines provides the basis from distinguishing convalescent from vaccinanted animals / J. Lubroth, M.J. Grubman, T.G. Burrage et al. // Vaccine 1996. — V. 14. — P. 419−426.

25. Alexandersen, S. Aspects of the persistence of foot-and-mouth disease virus in animals the carrier problem / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson // Microbes Infect. — 2002. — V.4. — P. 1099−1110.

26. All foot and mouth disease serotypes initiate protein synthesis at two separate AUGs / D.V. Sangar, S.E. Newton, D.J. Rowlands et al. // Nucleic Acids Res. 1987. — V. 15. -P. 3305−3315.

27. Analysis of neutralizing epitopes on foot-and-mouth disease virus / E. Pfaff, M. Mussgay, H.O. Bohm et al. // J. Virol. 1988. — V. 62. — P. 2033−2040.

28. Baculovirus expressed 2C of foot-and-mouth disease virus has the potential for differentiating convalescent from vaccinated animals / R.F. Meyer, G.D.

29. Badcock, F.E. Newman et al. // J. Virol. Methods. 1997. — V. 65. — P. 3343.

30. Barteling, S.J. Development and performance of inactivated vaccines against foot and mouth disease / S.J. Barteling // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002. — V. 21. — P. 577−588.

31. Barton, D.J. Synchronous replication of poliovirus RNA: initiation of negative-strand RNA synthesis requiers the guanidine-inhibited activity of protein 2C / D.J. Barton, J.B. Flanegan // J. Virol. 1997. — V. 71. — P. 84 828 489.

32. Beard, C.W. Genetic determinants of altered virulence of Taiwanese foot-and-mouth disease virus / C.W. Beard, P.W. Mason // J. Virol. 2000. -V. 74. -P. 987−991.

33. Bedard, K.M. Regulation of picornavirus gene expression / K.M. Bedard, B.L. Semler // Microbes Infect. 2004. — V.6. — P. 702−713.

34. Belsham, G.J. Distinctive features of foot-and-mouth disease virus, a member of the picornavirus family- aspects of virus protein synthesis, protein processing and structure / G.J. Belsham // Prog. Biophys. Molec. Biol. 1993. -V. 60. -P. 241−260.

35. Belsham, G.J. Foot-and-mouth disease virus 3C protease induces cleavage of translation initiation factors eIF4A and eIF4G within infected cells / G.J. Belsham, G.M. Mclnerney, N. Ross-Smith // J. Virol. 2000. — V. 74. — P. 272−280.

36. Biochemical and structural studies with neutralizing antibodies raised against foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, N. Verdaguer, W.F. Ochoa et al. // Virus Res. 1999. — V. 62.- P. 169−175.

37. Burrows, R. Excretion of foot-and-mouth disease virus prior to the development of lesions / R. Burrows // Vet. Rec. 1968. — V. 82. — P. 387 388.

38. Cell-free synthesis of poliovirus: 14S subunits are the key intermediates in the encapsidation of poliovirus RNA / Y. Verlinden, A. Cuconati, E. Wimmer et al. // J. Gen. Virol. 2000. — V. 81. — P. 2751−2754.

39. Chinsangaram, J. Protection of swine by live and inactivated vaccines prepared from a leader proteinase-deficient serotype A12 foot-and-mouth disease virus / J. Chinsangaram, P.W. Mason, M.J. Grubman // Vaccine. -1998. -V. 16.- 1516−1522.

40. Clavijo, A. Developments in diagnostic techniques for differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease / A. Clavijo, P. Wright, P. Kitching // Vet.J. 2004. — V. 167. — P. 9−22.

41. Collen, T. Induction of antibody to foot-and-mouth disease virus in a mouth model / T. Collen, K.C. McCullough, T.R. Doel // J. Virol. V. 52. — P. 650−655.

42. Comparison of two ЗАВС ELISAs for diagnosis of multiple-serotype foot-and-mouth disease in cattle population in an Area of endemicity / B.M.C. Bronsvoort, K.J. Sorensen, J. Andersen et al. // J. Clin. Microbiol. 2004. -V. 42. -P. 2108−2114.

43. Complete protein linkage map of poliovirus P3 proteins: interaction of polymerase 3Dpol with VPg and with genetic variants of ЗАВ / W. Xiang,

44. A. Cuconati, D. Hope et al. // J. Virol. 1998. — V. 72. — P. 6732−6741.

45. Conservation of the secondary structure elements of the 5'-untranslated region of cardio- and aphthovirus RNAs / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov,

46. B.K. Chernov et al. // Nucleic Acids Res. 1989. — V. 17. — P. 5701−5711.

47. Conserved structural domains in the 5'- untranslated region of picornaviral genomes: an analysis of the segment controlling translation and neurovirulence / E.V. Pilipenko, V.M. Blinov, L.I. Romanova et al. // Virology. 1989. -V. 168. — P. 201−209.

48. Coxsackievirus protein 2D modifies endoplasmic reticulum membrane and plasma membrane permeability and facilitates virus release / F.J. van Kuppeveld, J.G. Hoenderop, R.L. Smeets et al. // EMBO J. 1997. — V. 16. -P. 3519−3532.

49. Crowther, J.R. The use of non-structural (NS) antigens of FMD virus to assess antibodies in vaccinanted and infected livestock / J.R. Crowther // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002. -P. 377.

50. De Clercq, K. Overiew on foot-and-mouth disease diagnistic techniques / K. De Clercq // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. — P. 345−352.

51. Deletion of substitution of the aphthovirus 3' NCR abrogates infectivity and virus replication / M. Saiz, S. Gomez, E. Martinez-Salas et al. // J. Gen. Virol. 2001. — V. 82. — P. 93−101.

52. Detection of carriers of foot-and-mouth disease virus among vaccinated cattle / P. Moonen, L. Jacobs, A. Crienen, A. Dekker // Vet. Microbiol. — 2004. -V. 103. -P. 151−160.

53. Detection of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus by means of an indirect ELISA test using bioengineered nonstructural polyprotein ЗАВС /

54. V. Malirat, E. Neitzer, I.E. Bergmann et al. // Vet. Q. 1998 — V. 20. — P. 24−26.

55. Detection of virus infection-associated antigen and 3D antibodies in cattle vaccinated against foot-and-mouth disease / V.K. O’Donnell, E. Smitsaart, B. Cetra et al. // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1997. -V. 16. -P. 833−840.

56. Development of a foot-and-mouth disease NSP ELISA and its comparison with differential diagnostic methods / C.H. Kweon, Y.J. Ко, W. Kim et al. // Vaccine 2003. — V. 21. — P. 1409−1414.

57. Dever, Т.Е. GTP-binding domain: three consensus sequence elements with distinct spacing / Т.Е. Dever, M.J. Glynias, W.C. Merrick // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. — V. 84. — P. 1814−1818.

58. Diagnistic potential of mab-based ELISAs for antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus to differentiate infection from vaccination / E. Brocchi, M.I. De Diego, A. Berlinzani et al. // Vet. Q. -1998-V. 20. -P. 20−24.

59. Differential restrictions on antigenic variation among antigenic sites of foot-and-mouth disease virus in the absence of antibody selection / A. Holguin, J.

60. Hernandez, M.A. Martinez et al. // J. Gen. Virol. 1997. — V. 78. — P. 601−609.

61. Differentiating infection from vaccination in foot-and-mouth disease using a panel of recombinant, non-stuctural proteins in ELISA / D.K.J. Mackay, M.A. Forsyth, P.R. Davies et al. // Vaccine 1998. — V. 16. -P. 446−459.

62. Differentiation of convalescent animals from those vaccinated against foot-and-mouth disease by a peptide ELISA / F. Shen, P.D. Chen, A.M. Walfield et al. // Vaccine 1999. — V. 17. — P. 3039−3049.

63. Dmitrieva, T.M. Encephalomyocarditis virus RNA polymerase preparations, with and without RNA helicase activity / T.M. Dmitrieva, K.B. Norkina, V.I. Agol // J. Virol. 1991. — V. 65. — P. 2714−2717.

64. Doedens, J.R. Inhibition of cellular protein secretion by poliovirus proteins 2B and ЗА / J.R. Doedens, K. Kirkegaard // EMBO J. 1995. — V. 14. — P. 894−907.

65. Doel, T.R. Natural and vaccine-induced immunity to foot-and-mouth disease: the prospects for improved vaccines / T.R. Doel // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1996. — V. 15. -P. 883−911.

66. Donaldson, A.I. Foot-and-mouth disease: the principal features /А.1. Donaldson // Irish Vet. J. 1987. — V. 41. — P. 325−327.

67. Donaldson, A.I. The virological determinants of the epidemiology of foot-and-mouth disease / A.I. Donaldson, S. Alexandersen // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings Lyons, 2002. — P. 173 -181.

68. Duke, G.M. Sequence and structural elements that contribute to efficient encephalomyocarditis virus RNA translation / G.M. Duke, M.A. Hoffman, A.C. Palmenberg // J. Virol. 1992. — V. 66. — P. 1602−1609.

69. Dyrting, K.C. Evaluation and use of foot-and-mouth disease virus nonstructural protein ELISA in pigs in Hong Kong / K.C. Dyrting, C.H. Chow, T.M. Ellis // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. — Chania, 2004. -P. 45.

70. E. coli expressed proteins as diagnostic reagents for typing of foot-and-mouth disease virus / V.V.S. Suryanarayana, S. Viswanathan, G. Ratish et al. // Arch. Virol. 1999 — V. 144. — P. 1701−1712.

71. Engineering cowpea mosaic virus RNA-2 into a vector to express heterologous proteins in plants / K. Gopinath, J. Wellink, C. Porta et al. // Virology. 2000. — V. 267. — P. 159−173.

72. Evans, DJ. Cell receptors for picornaviruses as determinants of cell tropism and pathogenesis / DJ. Evans, J.W. Almond // Trends Microbiol. 1998. -V.6. -P. 198−202.

73. Evolution of foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, C. Escarmis, E. Baranowski et al. // Virus Res. 2003. — V. 91. — P. 47−63.

74. Expression of a foreign protein by influenza A virus / N. Percy, W.S. Barclay, A. Garcia-Sastre et al. // J. Virol. 1994. — V. 68. — P. 4486−4492.

75. Falk, M.M. VPg gene amplification correlates with infective particle formation in foot-and-mouth disease virus / M.M. Falk, F. Sobrino, E. Beck // J. Virol. 1992. — V. 66. — P. 2251−2260.

76. Foot-and-mouth disease virus / E. Domingo, E. Baranowski, C. Escarmis, F. Sobrino // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. — V. 25. — P. 297−308.

77. Foot-and-mouth disease virus 2A protease mediates cleavage in attenuated Sabin 3 poliovirus vectors engineered for delivery of foreign antigens / N.M. Mattion, E.C. Harnish, J.C. Crowley et al. // J. Virol. 1996. — V. 70. -P. 8124−8127.

78. Foot-and-mouth disease virus: a long known vims, but a current threat / F. Sobrino, M. Saiz, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Vet. Res. 2001. — V. 32. -P. 1−30.

79. Foot-and-mouth disease virus: biology and prospects for disease control / M. Saiz, J.I. Nunez, M.A. Jimenez-Clavero et al. // Microbes Infect. 2002. -V.4. -P. 1183−1192.

80. Foot-and-mouth disease virus-infected but not vaccinanted cattle develop antibodies against recombinant 3AB1 nonstructural protein / E. Silberstein, G. Kaplan, O. Taboga et al. // Arch. Virol. 1997 — V. 142. — P. 795−805.

81. Foot-and-mouth disease vims infection of sheep: implications for diagnosis and control / G.J. Hughes, V. Mioulet, R.P. Kitching et al. // Vet Rec. -2002. -V. 150. -P. 724−727.

82. Foot-and-mouth disease virus virulent for cattle utilazes the integrin alpha (v)beta (3) as its receptor / S. Neff., D. Sa-Carvalho, E. Rieder et al. // J. Virol. 1998. — V. 74. -P. 3587−3594.

83. Forss, S. A tandem repeat gene in a picornavirus / S. Forss, H. Schaller // Nucleic Acids Res. 1982. — V. 10. — P. 6441−6450.

84. Gailiunas, P. Presence and persistence of foot-and-mouth disease virus in bovine skin / P. Gailiunas, G.E. Cottral // J. Bacteriol. 1966. — V. 91. — P. 2333−2338.

85. Genetically engineered foot-and-mouth disease viruses with poly© tracts of two nucleotides are virulent in mice / E. Rieder, T. Bunch, F. Brown et al. // J. Virol. 1993. — V. 67. — P. 5139−5145.

86. Gorbalenya, A.E. Viral proteins containing the purine NTP-binding sequence pattern / A.E. Gorbalenya, E.V. Koonin // Nucleic Acids Res. -1989. -V. 17. -P. 8413−8440.

87. Groot Bramel-Verheije, M.H. Expression of a foreign epitope by porcine reproductive and respiratory syndrome vims / M. H Groot Bramel-Verheije., P J. Rottier, J.J. Meulenberg // Virology. 2000. — V. 278. — P. 380−389.

88. Grubman, M.J. Foot-and-mouth disease / MJ. Grubman, B. Baxt // Clin. Microbiol. Rew. 2004. — V. 17, № 2. — P. 465−493.

89. Hamblin, C. A new enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for the detection of antibodies against foot-and-mouth disease virus / C. Hamblin, I.T. Barnett, J.R. Crowther // J. Immunol. Methods. 1986. — V. 93. — P. 123 129.

90. Hansen, J.L. Structure of the RNA-dependent RNA polymerase of poliovirus / J.L. Hansen, A.M. Long, S.C. Schultz // Structure. 1997 — V.5. -P. 1109−1122.

91. Haydon, D.T. The generation and persistence of genetic variation in foot-and-mouth disease virus / D.T. Haydon, A.R. Samuel, N.J. Knowles // Prev. Vet. Med. 2001. — V. 51. — P. 111−124.

92. High-level expression of recombinant 3AB1 non-structural protein from FMDV in insect larvae / M.G. Lopez, A. Peralta, A. Berinstein et al. // J. Virol. Methods. 2005. — V. 124. — P. 221−224.

93. Hope, D.A. Genetic dissection of interaction between poliovirus 3D polymerase and viral protein ЗАВ / D.A. Hope, S.E. Diamond, K. Kirkegaard // J. Virol. 1997. — V. 71. — - P. 9490−9498.

94. Identification of a nucleotide deletion in parts of polypeptide ЗА in two independent attenuated apthovirus strains / A.T. Giraudo, E. Beck, K. Strebel et al. // Virology. 1990. — V. 177. — P. 780−783.

95. Identification of foot-and-mouth disease vims replication in vaccinated cattle by antibodies to non-structural viral proteins / H.G. Berger, O.C. Straub, R. Ahl et al. // Vaccine 1990. — V.8. — P. 213−216.

96. Identification of foot-and-mouth disease virus-srecific linear B-cell epitopes to differentiate between infected and vaccinated cattle / B.J. Hohlich, K.H. Wiesmuller et al. // J. Virol. 2003. — V. 77, № 16. — P. 8633−8639.

97. Identification of T-cell epitopes in nonstructural proteins of foot-and-mouth disease virus / E. Blanco, G.B. Briones, A. Sanz-Parra et al. // J. Virol. -2001. V. 75, № 7. -P. 3164−3174.

98. IgA response of cattle to FMDV infection in probang and saliva samples / M. Amadori, B. Haas, A. Moos, I. Zerbini // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Borovets, 2000. — P. 88−106.

99. Immunogenicity of non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus: differences between infected and vaccinated swine / A. Rodriguez, J. Dopazo, J.C. Saiz et al. //Arch. Virol. 1994 -V. 136. — P. 123−131.

100. IRES-driven translation is stimulated separately by the FMDV 3'-NCR and poly (A) sequences / S. Lopez de Quinto, M. Saiz, D. de la Morena, et al. // Nucleic Acids Res. 2002. — V. 30. — P. 4398−4405.

101. Jacobs, L. The FMD-NS ELISA, the most sensitive test to detect FMDV infected animals in a vaccinated population / L. Jacobs, P. Moonen // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 415.

102. Jacobson, R.H. Validation of serological assays for diagnosis of infectious diseases / R.H. Jacobson // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 1998. — V. 17. -P. 469−526.

103. Jecht, M. Membrane permeability induced by hepatitis A virus proteins 2B and 2BC and proteolytic processing of HAV 2BC / M. Jecht, C. Probst, V. Gauss-Muller // Virology. 1998. — V. 252. — P. 218−227.

104. Kitching, R.P. Identification of foot-and-mouth disease virus carrier and subclinically infected animals and differentiation from vaccinated animals / R.P. Kitching // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. 2002. -V. 21. -P. 531−538.

105. Kitching, R.P. Future research on foot and mouth. disease / R.P. Kitching//Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002. -V. 21. -P. 885−889.

106. Kitching, R.P. Problems of diagnosis of foot-and-mouth disease in domestic animals / R.P. Kitching // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. — Lyons, 2002. — P. 353−360.

107. Klein, M. Echovirus 9 strain barty non-structural protein 2C has NTPase activity / M. Klein, H.J. Eggers, B. Nelsen-Salz // Virus Res. -1999. -V. 65. -P. 155−160.

108. Kuhn, R. Functional analysis of the internal translation initiation site of foot-and-mouth disease virus / R. Kuhn, N. Luz, E. Beck // J. Virol. -1990. V. 64. — P. 4625−4631.

109. Lama, J. A role for ЗАВ protein in poliovirus genome replication / J. Lama, M.A. Sanz, P. L Rodrigues. // J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. — P. 14 430−14 438.

110. Leader protein of foot-and-mouth disease virus is requiered for cleavage of the p220 component of the cap-binding protein complex / M.A. Devaney, V.N. Vakharia, R.E. Lloyd et al. // J. Virol. 1988. — V. 62. — P. 4407−4409.

111. Lee, F. Comparison of ELISA for detection of porcine serum antibodies to non-structural proteins of foot-and-mouth disease virus / F. Lee, Y.L. Lin, M.H. Jong // J. Virol. Methods. 2004. — V. U6. — P. 155 159.

112. Lubroth, J. Identification of native foot-and-mouth disease virus nonstructural protein 2C as serological indicator to differentiate infected from vaccinated livestock / J. Lubroth, F. Brown // Res. Vet. Sci. 1995. — V. 59. — P. 70−78.

113. Marquardt, O. FMDV proteinase 3C inhibits translation in recombinant Escherichia coli / O. Marquardt // FEMS Microbiol. Lett. -1993. V. 107. — P. 279−286.

114. Marquardt, О. FMDV protease ЗС lacks linear epitopes for bovine antibodies, while such epitopes are present in 2C and ЗА / О. Marquardt // Report of the Third Annual Meeting, Tubingen, 4−5 March, 1996.

115. Mason, P.W. Identification and characterization of a cis-acting replication element (ere) adjacent to the internal ribosome entry site of foot-and-mouth disease virus / P.W. Mason, S.V. Bezborodova, T. M Henry. // J. Virol. 2002. — V. 76. — P. 9686−9694.

116. Mason, P.W. Molecular basis of pathogenesis of FMDV / P.W. Mason, M.J. Grubman, B. Baxt // Virus Res. 2003. — V. 91. — P. 9−32.

117. McKnight, K.L. The rhinovirus type 14 genome contains an internally located RNA structure that is requered for viral replication / K.L. McKnight, S.M. Lemon // RNA. 1998. — V.4. — P. 1569−1584.

118. McVicar, J.W. Foot-and-mouth disease: the agar gel diffusion precipitin test for antibody to virus-infection-associated (VIA) antigen as a tool for epizootiologic surveys / J.W. Mc Vicar, P. Sutmoller // Am. J. Epidemiol. 1970. — V. 92. — P. 273−278.

119. Nucleotide sequence and genome organization of foot-and-mouth disease virus / S. Forss, K. Strebel, E. Beck et al. // Nucleic Acids Res. -1984.- V. 12. -P. 6587−6601.

120. Observations on the carrier state of cattle exposed to foot-and-mouth disease virus / J.G. van Bekkum, H.S. Frenkel, HJ. Frederiks et al. // Tijdschr. Diergeneeskd. 1959. — V. 84. — P. 1159−1164.

121. OIE Manual of Standards for Diagnostic Tests and Vaccines. 5thed. -Paris, 2004.

122. Oleksiewicz, M.B. Development a novel real-time RT-PCR assay for quantitation of foot-and-mouth disease virus in diverse porcine tissues / M.B. Oleksiewicz, A.I. Donaldson, S. Alexandersen // J. Virol. Methods. -2001. -V. 92. -P. 23−35.

123. Pathogenesis of wild-type and leaderless foot-and-mouth disease virus in cattle / C.C. Brown, M.E. Piccone, P.W. Mason et al. // J. Virol. 1996. -V. 70.- P. 5638−5641.

124. Paton, D.J. Post-vaccinal serosurveillance for FMD: a European perspective on progress and problems / D.J. Paton, K. de Clerq, A. Dekker // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 6871.

125. Perry, B.D. The economics of foot-and-mouth disease, its control and its eradication / B.D. Perry, T.F. Randolph // Foot-and-mouth disease: control strategies: symposium proceedings. Lyons, 2002. — P. 23−42.

126. Persson, K. The development of an indirect ELISA for the detection of antibodies to the non-structural protein ЗАВС of the foot-and-mouth disease virus / K. Persson, M. Merza // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 71.

127. Pfister, Т. A cysteine-rich motif in poliovirus protein 2C (ATPase) is involved in RNA replication and binds zinc in vitro / T. Pfister, K.W. Jones, E. Wimmer// J. Virol. 2000. — V. 74. — P. 334−343.

128. Point mutations within the pG-pH loop of foot-and-mouth disease virus OIK affect virus attachment to target cells / M. Leippert, E. Beck, F. Weiland, E. Pfaff// J. Virol. 1997. — V. 71. — P. 1046−1051.

129. Polatnick, J. Foot-and-mouth disease virus-induced ribonucleic acid polymerase in baby hamster kidney cells / J. Polatnick, R.B. Arlinghaus // Virology 1967. — V. 31. — P. 601−608.

130. Poliovirus RNA synthesis utilizes an RNA complex formed around the 5'-end of viral RNA / R. Andino, G.H. Rieckhof, P.L. Achacoso et al. // EMBO J. 1993. — V. 12. — P. 3587−3598.

131. Poly© in animal viral RNAs / F. Brown, J. Newman, J. Stott et al. // Nature. 1974. — V. 251. — P. 342−344.

132. Poly (rC) binding proteins with the 5' noncoding region of poliovirus RNA and the viral 3CD proteinase / T.B. Parsley, J.S. Towner, L.B. Blyn et al. // RNA. 1997. — V.3. — P. 1124−1134.

133. Potential secondary and tertiary structure in the genomic RNA of foot-and-mouth disease virus / B.E. Clarke, A.L. Brown, K.M. Currey et al. // Nucleic Acids Res. 1987. — V. 15. — P. 7067−7079.

134. Production of biologically active, heterodimeric porcine interleukin-12 using a monocistronic baculoviral expression system / T. Kokuho, S. Watanabe, Y. Yokomizo et al. // Vet. Immunol. Immunopathol. 1999. -V. 72. — P. 289−302.

135. Proteolytic processing of foot-and-mouth disease virus polyproteins expressed in a cell-free system from clone-derived transcripts / V.N. Vakharia, M.A. Devaney, D.M. Moore et al. // J. Virol. 1987. — V. 61. -P. 3199−3207.

136. Radial immuno-diffusion and seroneutralization techniques for the assay of antibodies to swine vesicular disease / S.M. Golding, R.S. Hedger, P. Talbot et al. // Res. Vet. Sci. 1976. — V. 20. — P. 142−147.

137. Ratish, G. C-terminal region of VP1 of selected foot-and-mouth disease virus serotypes: expression in E. coli and affinity purification / G. Ratish, S. Viswanathan, V.V.S. Suryanarayana // Acta Virologica. 1999. -V. 43. -P. 205−211.

138. Recent spread of FMD virus serotype Asia 1 / J.F. Valarcher, N.J. Knowles, N.P. Ferris, D.J. Paton // Vet. Rec. 2005. — V.2. — P. 30.

139. Recently generated data with the CHEKIT-FMD-3ABC ELISA kit and methods to monitor the operational perfomance of a ЗАВС ELISA / L. Schalch, D.E. Rebeski, H. Samaras et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. — P. 283−303.

140. Remond M., Diagnosis and screening of foot-and-mouth disease virus / M. Remond, C. Kaiser, F. Lebreton // Сотр. Immunol. Microbiol. Infect. Diseases. 2002. — V. 25. — P. 309−320.

141. Report of workshop on validation of NSP-ELISAs: a comparison of 6 assays / K. De Clercq, E. Brocchi, S. Grazioli et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 44.

142. Richards, O.C. Effects of poliovirus 3Ab protein on 3D polymerase-catalyzed reaction / O.C. Richards, E. Ehrenfeld // J. Biol. Chem 1998. -V. 273. -P. 12 832−12 840.

143. Rivera, V.M. Comparative sequence analysis of the 5' noncoding region of the enteroviruses and rhinoviruses / V.M. Rivera, J.D. Welsh, J.V. Maizel // Virology. 1988. — V. 165. — P. 42−50.

144. Rodriguez, P.L. Poliovirus protein 2C has ATPase and GTPase activities / P.L. Rodriguez, L. Carrasco // J. Biol. Chem. 1993. — V. 268. -P. 8105−8110.

145. Role of nonstructural proteins ЗА and 3B in host range and pathogenicity of foot-and-mouth disease virus / J.M. Pacheco, T.M. Henry, V. O’Donnell et al. //J. Virol. -2003. -V. 77. P. 13 017−13 027.

146. Rueckert, R.R. Systematic nomenclature of picornavirus proteins / R.R. Rueckert, E. Wimmer // J. Virol. 1984. — V. 50. — P. 957−959.

147. Ryan, M.D. Cleavage of foot-and-mouth disease virus polyprotein is mediated by residues located within a 19 amino acid sequence / M.D. Ryan, A.M. King, G.P. Thomas // J. Gen. Virol. 1991. — V. 72. — P. 2727−2732.

148. Salt, J.S. The carrier state in foot and mouth disease an immunological review / J.S. Salt // Brit. Vet. J. — 1993. — V. 149. — P. 207−223.

149. Schneider-Shaulies, J. Cellular receptors for viruses: links to tropism and pathogenesis / J. Schneider-Shaulies // J. Gen. Virol. 2000. — V. 81. -P. 1413−1429.

150. Secretory IgA as an indicator of orofharyngeal FMDV replication / S. Parida, D. Paton, S. Cox et al. // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 440−446.

151. Sequence analysis of the RNA polymerase gene of foot-and-mouth disease virus serotype Asial / M. George, R. Venkataramanan, B. Pattnaik et al. // Virus Genes. 2001. — V. 22. — P. 21−26.

152. Serial release testing for FMD ELISA kits: necessity of official control / K. Luyten, N. Goris, A.B. Caij, K. De Clercq // Proceeding of EUFMD Research Group Meeting. Chania, 2004. — P. 46.

153. Serodiagnostic strategy for estimation of foot-and-mouth disease viral activity through highly sensitive immunoassays using bioengineered nonstructural proteins / I.E. Bergmann, V. Astudillo, V. Malirat, E. Neitzert // Vet. Q. 1998 — V. 20. — P. 6−8.

154. Serological and cellular immune responses to non-structural proteins in animals infected with FMDV / M. Foster, A. Cook, L Cedillo et al. // Vet. Q. 1998 — V. 20. — P. 28−30.

155. Strebel, K. A second protease of foot-and-mouth disease virus / K. Strebel, E. Beck // J. Virol. 1986. — V. 58. — P. 893−899.

156. Stewart, S.R. RNA determinants of picornavirus cap-independent translation initiation / S.R. Stewart, B.L. Semler // Semin. Virol. 1997. -V.8. -P. 242−255.

157. Structure and receptor binding / T. Jackson, A.M.Q. King, D.I. Stuart, E. Fry // Virus Res. 2003. — V. 91. — P. 33−46.

158. Studies with poliovirus polymerase 3Dpol. Stimulation of poly (U) synthesis in vitro by purified poliovirus protein ЗАВ / A.V. Paul, X. Cao, K.S. Harris et al. // J. Biol. Chem. 1994. — V. 269. — P. 29 173−29 181.

159. Sun, T. Localization of infection-related epitopes on the non-structural protein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus and the application of tandem epitopes / T. Sun, P. Lu, X. Wang // J. Virol. Methods. 2004. — V. l 19. — P. 79−86.

160. Sutmoller, P. Pathogenesis of foot-and-mouth disease: the lung as an additional portal of entry of the virus / P. Sutmoller, J.W. Mc Vicar // J. Hyg. (London). 1976. — V. 77. — P. 235−243.

161. Sutmoller, P. Unapparent foot and mouth disease infection (subclinical infections and carriers): implications for control / P. Sutmoller, R.C. Olascoaga // Rev. Sci. Tech. Off. Int. Epiz. -2002. -V. 21. -P. 519−529.

162. Synthenic peptide-based serosuveillance and vaccine system for FMD / S. Liu, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Proceding of EUFMD Research Group Meeting. Izmir, 2002. — P. 303−321.

163. Synthetic peptide-based vaccine and diagnostic system for effective control of FMD / C.Y. Wang, T.Y. Chang, A.M. Walfield et al. // Biologicals. 2001. — V. 29. — P. 221−228.

164. The 3' untranslated region of picornavirus RNA: features requiered for efficient genome replication / J.B. Rohll, D.H. Moon, D.J. Evans et al. // J. Virol. 1995. — V. 69. — P. 7835−7844.

165. The cell attachment site on foot-and-mouth disease virus includes the amino acid sequence RGD (arginine-glycine-aspartic acid) / G. Fox, N.R. Parry, P.V. Barnett et al. // J. Gen. Virol. 1989. — V. 70. — P. 625−637.

166. The foot-and-mouth disease virus leader proteinase gene is not required for viral replication / M.E. Piccone, E. Rieder, P.W. Mason, M.J. Grubman // J. Virol. 1995. — V. 69. — P. 5376−5382.

167. The non-structural polyprotein ЗАВС of foot-and-mouth disease virus as a diagnostic antigen in ELISA to differentiate infected from vaccinanted cattle / M. De Diego, E. Brocchi, D. Mackay et al. // Arch. Virol. 1997 -V. 142. — P. 2021−2033.

168. The pathogenesis and diagnosis of foot-and- mouth disease / S. Alexandersen, Z. Zhang, A.I. Donaldson et al. // J. Сотр. Pathol. 2003. -V. 129. -P. 1−36.

169. The sequence of foot-and-mouth disease virus RNA to the 5' side of the poly© tract / S.E. Newton, A.R. Carroll, R.O. Campbell et al. // Gene. 1985. -V. 40. -P. 331−336.

170. The two species of the foot-and-mouth disease virus leader protein, expressed individually, exhibit the same activities / M. Medina, E. Domingo, J.K. Brangwyn et al. // Virology. 1993. — V. 194. — P. 355−359.

171. Tissue culture adaptation of FMDV selects viruses that bind to heparin and are attenuated in cattle / D. Sa-Carvalho, D.E. Rieder, B. Baxt et al. // J. Virol. 1997. — V. 71. — P. 5115−5123.

172. Villaverde, A. 3D gene of foot-and-mouth disease virus. Conservation by convergence of average sequences / A. Villaverde, E. Martinez-Salas, E. Domingo // J. Mol. Biol. 1988. — V. 204. — P. 771−776.

173. Wimmer, E. Genome-linked proteins of viruses / E. Wimmer // Cell. — 19 82. -V. 28. -P. 199−201.

174. Zhang, Z.D. The localization of persistent foot-and-mouht disease virus in the epithelial cells of the soft palate and pharynx / Z.D. Zhang, R.P. Kitching // J. Сотр. Pathol. 2001. — V. 124. — P. 89−94.

gugn.ru


Смотрите также